K8·凯发(中国)

针对上述问题，清华大学临床医学院李舟联合解放军总医院第四医学中心赵彦涛、中南大学湘雅医院李宇晟设计了一种可生物降解的自增强压电双层纳米纤维支架。该支架将有序聚左旋乳酸（PLLA）纳米纤维（模拟天然肌腱结构，给予腱特异性拓扑信号）与无序PLLA/羟基磷灰石（HAp）纳米纤维（作为钙磷储库启动生物矿化、支持骨形成）创新性地集成于一体，利用应力集中效应实现压电自增强，压电输出约为传统单一PLLA支架的3倍；在超声驱动下，支架内部产生电学与力学微环境梯度，顺利获得激活PI3K/AKT信号通路，在时空调控MSCs向腱系、软骨系和成骨系三系定向分化。在大鼠肩袖撕裂模型中，该梯度结构全降解支架联合电刺激治疗成功实现了肌腱-软骨-骨多组织同步再生。该文章于2026年7月16日以《Biodegradable Self-Enhancing Piezoelectric Scaffold for Synchronized Tendon-to-Bone Regeneration》为题发表于《Advanced Materials》（DOI: 10.1002/adma.74137）。

方案1. 基于压电驱动的可生物降解纳米纤维支架治疗肩袖损伤的示意图。 (A) 电纺 PLLA/PLLA-HAp 双层压电纤维膜，具有增强的压电效应。 (B) 压电纤维支架植入肩袖和超声产生的电刺激的示意图。 (C) 显示支架的完全可生物降解特性。 (D)压电支架同步修复肌腱-软骨-骨组织示意图。

（1）双层压电纳米纤维支架的制备与表征

研究采用顺序纺丝技术制备双层纤维膜：PLLA纤维膜呈取向排列，PLLA/HAp层呈无序结构，两种纤维结构均模拟了天然细胞外基质（ECM）的生物力学与拓扑学特征。PLLA纤维平均直径为650 nm，PLLA/HAp纤维平均直径为950 nm；元素映射显示Ca和P元素在整个纤维中分布良好，证实HAp的有效掺杂。傅里叶红外光谱（FTIR）在900–1200 cm⁻¹和560–640 cm⁻¹区域观察到新的吸收峰，分别对应磷酸根和羟基的振动。经等离子体清洗处理后，纤维支架整体亲水性显著改善。截面形貌显示，双层膜上下层纤维取向存在明显差异，且Ca、P元素仅存在于上层（PLLA-HAp）。热重分析进一步验证了各纤维膜中的HAp含量（PLLA：0.03%；PLLA-HAp：21.98%；复合组：7.89%）。结晶度方面，退火处理后的PLLA纤维膜与双层纤维支架在16.5°出现衍射峰，确认存在对应β相结构的（200）和（110）晶面——β相晶体结晶度是决定PLLA压电性能的关键因素。力学性能方面，与纯PLLA纤维相比，双层纤维膜展现出更大的拉伸应变（113%）和略低的拉伸强度（20.95 MPa），可归因于无序PLLA/HAp涂层在取向方向上削弱了力学强度，但赋予了更好的柔韧性。

图1. 双层压电纳米纤维支架的制备与表征。（A）PLLA和PLLA-HAp顺序纺丝制备双层压电纤维支架的示意图。（B）PLLA和（C）PLLA-HAp纳米纤维膜的SEM图像及纤维直径统计。（D）双层压电纤维支架的截面及元素分布。（E）各纤维组的热重曲线。（F）PLLA和复合纤维的XRD图谱及（G）力学性能。

（2）自增强压电性能与全生物降解性

压电性能测试显示，退火PLLA纤维膜的输出约为0.95 V、6.16 nA和0.52 nC，而复合支架在相同厚度和尺寸下展现出更优的输出：约2.85 V、17.46 nA和1.42 nC，约为单一PLLA纤维的三倍。在1 MHz、2 W/cm²超声驱动下，复合支架的输出同样高于纯PLLA纤维支架，且输出与超声频率呈正相关。值得注意的是，高浓度HAp掺杂会影响PLLA结晶度，单独的PLLA/HAp纤维膜输出电压仅为0.75 V。为排除界面效应，研究者制备了PLLA取向/无序复合膜（Pr-Pa）进行验证，其压电输出（约1.21 V）与纯取向PLLA纤维相近，证实结构应力集中对复合支架压电输出起主导作用。COMSOL模拟证实：在外力作用下，HAp的无序分布可在压电纤维周围形成更均匀致密的应力分布，从而提升机电耦合效率。压电力显微镜（PFM）、开尔文探针力显微镜（KPFM）及局部杨氏模量测量进一步显示，复合膜具有更异质的局部力学性质分布（应力梯度形成的前提）以及显著更高的局域表面电位。

降解性能方面，双层压电支架在37°C下缓慢降解，第15周出现明显断裂，第30周仍保持初始重量的65%；在降解第1、4、8周期间，支架压电输出虽呈下降趋势，但始终维持良好且持续的输出性能。加速降解实验（60°C）显示，第5周支架出现明显开裂，第11周几乎不可检测，质量仅剩初始的22%——证实该支架可完全生物降解，后续动物实验无需二次手术取出植入物。

图2. 双层纳米纤维支架的自增强压电性与全生物降解性。（A）各纳米纤维组在冲击模式下的电学输出。（B）各纳米纤维组在超声驱动系统下的电学输出。（C）复合纤维支架在不同频率超声驱动条件下的电学输出。（D）PLLA和复合纤维支架的应力与电势COMSOL模拟分析。（E）复合纤维支架在不同降解周期中的电学输出。（F）60°C加速降解条件下不同周数压电纤维支架的数字照片及（G）质量统计。

（3）超声激活压电效应促进BMSCs增殖与分化

体外实验分为四组：无US的PLLA层（PLLA-US）、US刺激的PLLA层（PLLA+US）、无US的PLLA-HAp层（PLLA-HAp-US）和US刺激的PLLA-HAp层（PLLA-HAp+US）。活/死染色显示，无论是否施加US，两层支架上的细胞均保持高存活率；细胞在PLLA层上呈取向排列形态，在PLLA-HAp层上随机分布，US不改变细胞在各纤维拓扑上的生长与排列。CCK-8增殖实验显示：第1天各组无显著差异；第3天US显著促进两层支架上的细胞增殖；第5天US的促增殖作用更加明显。成骨潜能方面，ALP活性与染色显示PLLA-HAp层的早期成骨能力显著高于PLLA层，US刺激后两层成骨分化均显著增强，其中PLLA-HAp+US组表现出最高的早期成骨活性；茜素红（ARS）染色证实该组形成更大面积的钙结节，具有最强的晚期矿化能力；阿利新蓝染色显示US可促进蛋白聚糖正向增加。

图3. 超声激活压电效应促进BMSCs增殖与分化。（A）细胞实验中超声介导电刺激的示意图。（B）不同纤维膜（有/无超声刺激）上BMSCs铺展的共聚焦显微图像。（C）不同类型支架上的细胞增殖。（D）MSCs在各类型支架上培养7、14和7天后分化细胞的ALP、ARS和阿利新蓝染色数码照片。（E）ALP活性和（F）ARS染色面积的定量分析（*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001）。

（4）电刺激引导BMSCs三系定向分化

免疫荧光与qPCR结果系统验证了支架双层结构与压电效应对三系分化特异性的调控作用。腱系分化方面，PLLA层I型胶原（COL1）表达显著更高，超声（US）刺激进一步上调各组表达，其中PLLA+US组最高；腱系标志基因TNMD和MKX在PLLA层表达更高，并受压电刺激进一步上调。软骨系分化方面，两层支架间软骨标志物（SOX9、ACAN、COL2A1）表达无显著差异，但压电刺激显著促进其表达；X型胶原（COL-X）在界面处呈梯度分布，PLLA-HAp层表达显著更高，US处理后该趋势更明显，表明PLLA-HAp层顺利获得HAp诱导的矿化信号促进MSCs向钙化软骨细胞表型分化，PLLA层则倾向于诱导非钙化软骨再生，对应天然TBI的结构梯度。成骨分化方面，RUNX2蛋白在PLLA-HAp层表达更优，受压电刺激显著上调，成骨基因RUNX2和OPN表达与此一致。非压电PLA纤维膜对照（电压输出<0.05 V）证实：直接US机械刺激仅适度提高分化标志物，压电PLLA基支架在相同US刺激下各系特异性标志物表达均显著更高，说明增强的分化能力主要源于US激活支架压电效应产生的电信号，而非单纯机械刺激。

图4. 电刺激引导BMSCs在压电支架上体外三系分化。（A）BMSCs在不同类型支架上培养7天后，腱系（COL1）、软骨系（SOX9）和成骨标志物（Runx-2）的免疫荧光染色。（B）电刺激与支架联合引导MSCs定向分化及相关蛋白表达的示意图。（C）顺利获得测量图像平均像素强度（MPI）对COL1、SOX9和Runx-2平均荧光强度的统计分析。（D）BMSCs在不同类型支架上培养7天后，腱系基因（TNMD、MKX）、软骨系基因（ACAN、COL2A1）和成骨系基因（Runx-2、OPN）的相对表达（*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001）。

（5）三系分化的转录组学机制分析

RNA测序差异基因分析显示，US刺激显著改变了各分化组的基因表达：腱系组上调172个基因、下调49个；非矿化软骨组上调140个、下调66个；矿化软骨组上调91个、下调94个；成骨组上调11个、下调15个。KEGG富集分析揭示了一个关键发现：PI3K-AKT信号通路在所有四个组中均显著富集。GSEA验证进一步证实，US刺激在所有组中均显著激活该通路；Western blot显示US处理后各系中p-AKT和p-PI3K水平上调，而PI3K和AKT总蛋白水平保持一致。加入PI3K/AKT通路抑制剂后，各系特异性分化标志物均受到一致抑制，证实PI3K/AKT通路是压电刺激调控MSCs三系分化的中枢介质。同时，压电刺激还顺利获得激活谱系特异性通路实现定向分化：腱系（MAPK和VEGF）、非矿化软骨系（AMPK）、矿化软骨系（Rap1和Hedgehog）以及成骨系（Wnt和AMPK）。

图5. BMSCs三系分化的转录组分析。（A）MSCs在不同支架上（有或无电刺激）定向分化的通路及潜在机制。（B）分别有/无US刺激时，腱系组、非矿化软骨组、矿化软骨组和成骨组的差异基因（DEG）分析。（C）腱系组、（D）非矿化软骨组、（E）矿化软骨组和（F）成骨组的KEGG富集分析。（G）各组中PI3K、p-PI3K、AKT和p-AKT的Western blot分析。

（6）超声激活压电刺激促进RCT模型功能恢复

在大鼠肩袖撕裂模型中，动物随机分为四组：单纯缝合无US（Suture-US）、单纯缝合+US（Suture+US）、支架植入无US（Scaffold-US）和支架植入+US（Scaffold+US），术后4周和8周进行功能与组织学评估。US治疗期间顺利获得红外热像仪监测局部温度以排除热效应。步态分析显示：术后4周，Suture-US组步幅最短，Scaffold+US组步幅最长，早期功能恢复最佳；至8周，各组均较4周显著改善，Scaffold+US组仍保持最长步幅。Micro-CT分析显示，缝线组中US应用并未显著改变骨体积分数（BV/TV），而Scaffold-US组BV/TV显著增加，Scaffold+US组骨再生最为强劲，且各组8周BV/TV均高于4周。组织学评估（H&E、Masson三色、番红O/快绿染色）显示，术后4周单纯缝合组界面细胞稀疏、胶原纤维排列紊乱，仅形成薄层初始纤维软骨；而Scaffold+US组细胞增殖更丰沛、胶原纤维排列更有序；8周时Scaffold+US组展现出最成熟的组织结构。改良肌腱成熟评分与纤维软骨异染面积定量分析结果一致：Scaffold+US组取得最优评分。

图6. 超声激活压电刺激促进RCT模型功能恢复与组织重塑。（A）动物实验流程及术后取材程序示意图。（B）大鼠接受US刺激的数字照片及热成像。（C）各组4周和8周的足印数据。（D）术后4周和8周修复肩袖组织的Micro-CT图像，粉色虚线圈表示原始缺损边界。（E）各组4周和8周的H&E、Masson三色及番红O/快绿染色；黑色箭头指示骨组织，蓝色箭头指示TBI组织，绿色箭头指示肌腱组织。（F）步幅长度、（G）BV/TV（%）、（H）肌腱成熟评分和（I）纤维软骨异染的定量测量（*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001）。

（7）超声激活压电刺激促进TBI整合

生物力学测试显示，各组在4周和8周时极限载荷与刚度呈一致趋势：单纯缝合组中US未显著提升极限载荷但有效提高了刚度；支架植入组即使不加US，其极限载荷与刚度也优于缝合组；Scaffold+US组在所有组中同时取得最高的极限载荷与刚度。组织学层面，偏振光下Scaffold+US组TBI处胶原纤维排列最致密有序；II型胶原（COL II）免疫组化显示Scaffold+US组阳性染色面积最广，纤维软骨再生最强；α-SMA染色显示两个缝合组TBI修复过程中有明显瘢痕形成，而Scaffold+US组α-SMA表达最低，表明压电刺激可有效抑制TBI处瘢痕形成；Col2A1/OCN双重免疫荧光显示Scaffold+US组TBI处软骨与骨再生均处于满意状态。总体而言，该压电支架不仅为细胞给予力学支撑和物理化学微环境，还递送电信号引导MSCs在支架不同区域定向分化，实现了肌腱-骨界面的同步再生。

图7. 超声激活压电刺激促进TBI整合。（A）肩袖样本生物力学测试的数字照片。（B）力-位移曲线，（C）各组4周和8周的极限失效载荷与刚度。（D）天狼星红染色（黄色：COL I；绿色：COL III）及（E）植入不同支架术后8周的COL II染色。（F）α-SMA（红色）、（G）Col2A1（绿色）和OCN（红色）的免疫荧光染色。（H）COL II、（I）α-SMA和（J）OCN表达阳性面积的定量分析（*p < 0.05，**p < 0.01，***p < 0.001）。